К сожалению, на фоне активного изучения физиологических функций пероксидаз роль структуры хитин-связывающего сайта в последующем проявлении растениями устойчивости к фитопатогенам остается слабо изученной. Можно предположить, что свойство сорбции пероксидаз на хитин связано с наличием общего полисахарид-связывающего мотива в их аминокислотной последовательности, что предполагает и определенную гомологию в структуре генов, их кодирующих.

Изучение молекулярных механизмов регуляции отдельных изопероксидаз внесет вклад в понимание физиологических основ устойчивости растений к фитопатогенам. Ранее, к нуклеотидной последовательности хитин-связывающего сайта гена анионной пероксидазы пшеницы были подобраны и сконструированы праймеры. С использованием данной пары праймеров нами была проведена ПЦР на ДНК разных видов пшеницы, эгилопса, арабидопсиса и табака.

Обнаружено, что у испытанных видов пшеницы и эгилопса проявляется целевой ампликон размером 190-200 п. н., что совпадает с теоретически рассчитанными размерами, отжигающимися полученными праймерами с гена анионной пероксидазы этих злаков. Данный факт подтверждает предположение о сходной организации этого участка гена. Интересно, что у Arabidopsis thaliana ампликон, полученный после ПЦР, был размером около 150 п. н. Анализ генов, кодирующих пероксидазы, по известным из международного генбанка нуклеиновым последовательностям Arabidopsis thaliana, показал, что из большого количества генов пероксидазы арабидопсиса (70 генов) только у одного имелся подобный мотив размером 175 нуклеотидов и близкий к полученному после ПЦР. При использовании ДНК Nicotiana tabacum, к сожалению, не происходило формирования искомого ампликона. Поскольку анализ известных генов пероксидазы Nicotiana tabacum также не выявил подобных последовательностей, можно предположить, что структура этого ампликона у табака отличается от полученной для пшеницы и требует подбора другой пары праймеров. Таким образом, нами проведен анализ размера ампликона хитин-специфичного сайта пероксидаз из разных видов растений. Более точные результаты предполагается получить после секвенирования ампликонов этих видов и сравнение их последовательностей.

Органная специфичность метилирования и экспрессии промотора гена пататина

Промотор гена пататина класса I – это тканеспецифичный промотор, обеспечивающий экспрессию гена главным образом в клубнях. Ранее было показано, что невысокий уровень экспрессии обнаруживается и в других органах картофеля. Проведенный нами количественный флюориметрический анализ функционирования пататинового промотора в трансгенных линиях картофеля сорта Дезире B33::GUS, где репортерный ген GUS поставлен под контроль пататинового (В33) промотора показал, что уровень экспрессии уменьшался в ряду клубень>>стебель>лист>корень. Органная специфичность функционирования пататиновых генов может зависеть от эпигенетических механизмов, в том числе метилирования ДНК. В данной работе определяли уровень метилирования остатков цитозина консервативного проксимального участка В33-промотора. В исследуемом участке (477 н.о.) промотора выявлены два тетрануклеотида GCGG, остаток цитозина которых является потенциальным субстратом ДНК-метилазы.

Степень метилирования этих тетрануклеотидов определяли с помощью метилчувствительной рестриктазы AciI, которая способна расщеплять узнаваемый сайт только в том случае, если он не содержит метилированный цитозин. Обработанные AciI препараты ДНК, выделенные из разных органов/линий картофеля, использовали в качестве матриц для ПЦР с праймерами на исследуемый участок В33-промотора или на участок промотора и начало гена GUS. ПЦР на матрицах необработанных рестриктазой препаратов ДНК из разных органов приводила к наработке примерно равных количеств амплифицируемой ДНК В33-промотора. Это указывало на сходство набора матриц и их доступности в препаратах ДНК, выделенных из разных органов растения. Однако после рестрикции AciI количества получаемых ампликонов сильно различались в зависимости от источника ДНК. Наиболее бледными были полосы ампликонов, полученные с использованием рестрицированных ДНК из клубней и листьев анализируемых растений. Это свидетельствует о значительной степени расщепления пататинового промотора рестриктазой AciI, т.е. о низком уровне его метилирования в данных органах. Максимальный уровень метилирования промотора был выявлен в корнях и стеблях растений картофеля.

Существенных различий между трансгенными и нетрансгенными растениями картофеля по уровню метилирования GCGG-сайтов промотора не обнаружено. Органная специфичность метилирования встроенного В33-промотора в B33::GUS-трансформантах была сходной со специфичностью метилирования эндогенного пататинового промотора. Обнаружена существенная обратная корреляция между уровнем метилирования GCGG-сайтов В33-промотора и уровнем его активности в органах растений. Вместе с тем, неполная обратная корреляция метилирования и экспрессии В33-промотора в разных органах предполагает участие, помимо метилирования, и других регуляторных факторов, определяющих органную специфику промоторной активности.

Изменение расположения хромосомных генов

Согласно современным представлениям, как интерфазные хромосомы, так и гены занимают в ядре достаточно жестко определенные радиальные положения. Считается общепринятым тот факт, что близкое расстояние между локусами может являться причиной незаконной рекомбинации между ними, часто приводящей к развитию лейкозов. Возникающие в результате транслокаций лейкозы, могут носить как первичный, так и вторичный характер. Возникновение вторичных лейкозов связывают с терапией рака ингибиторами ДНК топоизомеразы II. ДНК топоизомераза II является жизненно необходимым ферментом, так как катализирует топологические изменения в ДНК в ходе сегрегации дочерних хромосом после завершения процесса репликации ДНК, транскрипции, рекомбинации и реорганизации хроматина. Именно поэтому при терапии раковых заболеваний применяются препараты, ингибирующие активность топоизомеразы II и вызывающие гибель активно делящихся клеток.

В настоящей работе исследовалось взаимное пространственное расположение генов, являющихся частыми партнерами при транслокациях, ведущих к возникновению первичных и вторичных лейкозов (AML/ETO, MLL/AF4, AF6, AF9, BCR/ABL).

Методом флуоресцентной in situ гибридизации (FISH) было показано, что радиальное распределение флуоресцентных сигналов, соответствующих гену ETO и хромосомной территории 8-ой хромосомы во внутриядерном пространстве делящихся клеток является случайным. Также было показано, что при обработке клеток этопозидом (VP16) - ингибитором ДНК топоизомеразы II - характер распределения сигналов резко меняется и сигналы, в значительной степени, группируются на внутриядерной орбите, соответствующей 45% радиуса ядра.

Для частого партнера гена ETO по транслокациям, гена AML, было показано, что основная масса сигналов, соответствующих гену AML и хромосомной территории 21-ой хромосомы в интактных клетках, сосредоточена на той же орбите (45% радиуса ядра), и что такое распределение сигналов не изменяется после обработки клеток этопозидом. Анализ размера геномной ДНК с применением метода электрофоретического разделения ДНК в пульсирующем поле показал возникновение большого числа разрывов в ДНК вследствие обработки клеток этопозидом.