Одним из основных факторов, регулирующих состав и стабильность микробных сообществ в природных экосистемах, является взаимодействие между составляющими их популяциями микроорганизмов. Взаимодействия могут быть как положительными, так и негативными. Вариантом проявления антагонистических взаимоотношений является выделение литических ферментов микроорганизмами одной группы, воздействующих на клетки микроорганизмов другой группы. Известно, что некоторые бактерии и актиномицеты способны лизировать клетки бактерий, дрожжей и грибной мицелий, так как обладают соответствующим набором ферментов, в том числе глюкозидазами, хитиназами, липазами (Webley, Jones, 1971, Prokaryotes, 1981; Кулаев, 1997). Различают эндогенные (внутриклеточные) литические ферменты, которые находятся в клетках продуцентов в непосредственной близости от объектов своего действия, и экзогенные, то есть секретируемые в среду обитания образующих их организмов (Кулаев, 1997).

Логично предположить, что литиче-ская активность в наибольшей степени может проявляться в тех природных местообитаниях, где разные группы микроорганизмов взаимодействуют в условиях постоянного поступления растительного материала и на разных стадиях его переработки в общем круговороте веществ. К таким местообитаниям относятся лесные и степные подстилки, гумусовые горизонты почв, торфяники, зоомикробные комплексы. Однако имеются лишь единичные исследования, в которых целенаправленно изучались бы в одних и тех же природных биотопах те группы микроорганизмов, между которыми складываются антагонистические взаимоотношения. Так, было показано (Сорокин, Бабьева, 1982), что некоторые виды бацилл и стрептомицетов лизировали клеточные стенки дрожжей, попадающих в почву из подстилок.

Для изучения взаимодействий бактерий и дрожжей нами выбраны в качестве объектов исследования типичные и луговые степи Русской равнины, а также зоомикробные комплексы диплопод, питающихся растительным опадом. Были изучены численность и таксономическая структура блока сапротрофных бактерий и дрожжей в разных ярусах степных биогеоценозов (БГЦ) и в пищевых цепях диплопод (Черняковская и др., 1990; Вино-варова, 1989; Byzov, et al.,1996). Было установлено, что максимальное количество и таксономическое разнообразие бактерий гидролитического комплекса, приуроченных к деструкции растительных остатков, сосредоточено в степном войлоке (ветоши и подстилке), в то время как дрожжи ассоциированы с живыми и отмирающими растениями, в подстилках их количество резко снижается. В зоо-микробных комплексах диплопод как бактерии, так и дрожжи сосредоточены в содержимом заднего отдела кишечника и экскрементах.

В ходе исследования была составлена коллекция бактерий (насчитывающая более 600 штаммов, относящихся к 19 родовым таксонам) по принципу отбора доминирующих групп из каждого компонента биогеоценоза или зоомикробного комплекса. Для проверки литических свойств бактерий были отобраны также штаммы дрожжей разных филогенетических линий из коллекции кафедры биологии почв МГУ и культуры дрожжей, применяемые в промышленности, − Candida maltosa и Saccharomyces cerevisiae.

Методы исследования

Дрожжелитическую активность бактерий определяли на твердой агаризо-ванной среде с дрожжевыми клетками в качестве единственного источника угле- рода. Культуры дрожжей выращивали на среде следующего состава (%): глюкоза -3; (NH4)2SO4 - 5; KH2PO4 - 0, 085; K2HPO4 − 0,015; Mg 2SO4-7HO - 0,05; NaCl - 0,01; CaCl2 - 0,01; дрожжевой ав-толизат - 0,5. Инокулят дрожжей вносили в 200 мл среды, разлитой по колбам, и помещали на качалку. Температура инкубации для различных представителей мезофилов составляла 26−28°, для псих-рофилов - 10°С. Сроки инкубации 2−3 суток или 10−14 суток соответственно. К этому времени культуры дрожжей достигали стационарной фазы. Полученную жидкую культуру дрожжей центрифугировали, промывали дистиллированной водой 2 раза (для удаления внеклеточных полисахаридов)в стерильных условиях. Промытую биомассу смешивали с расплавленным и остуженным до 40−60°С солевым агаром. Состав солевой основы (%): (NH4)2SO4 - 0,1; KH2PO4 - 0,1; Mg 2SO4-7HO - 0,05; агар - 2, рН 7,0. На 500 мл среды брали суспензию клеток из 12 колб, что составляло примерно 0,7 - 1 %-ную концентрацию биомассы дрожжей в среде. Среду с убитыми клетками дрожжей готовили аналогично, но промытую суспензию клеток предварительно нагревали на водяной бане 10 мин при 80°С. 3-х суточные культуры бактерий в виде суспензии наносили на поверхность среды множественным репликатором. Чашки с посевом инкубировали при 24°С 14 суток. Регистрировали зоны просветления, т.е. лизиса суспендированных в толще агара дрожжевых клеток. О степени активности культур судили по размерам зон лизиса вокруг колоний-продуцентов литических ферментов.

Результаты исследований

Способность лизировать клеточные стенки дрожжей была проверена у 628 штаммов бактерий, изолированных из разных субстратов. Среди бактерий, выделенных с зеленых частей растений, а также со стенок пищеварительного тракта диплопод (пристеночное сообщество), доля активных дрожжелитических штаммов незначительна - 5%. Несколько выше их содержание в почве - 18%. Активные штаммы были выделены в основном из подстилок и зоогенных субстратов (содержимого кишечников и экскрементов диплопод). Половина всех выявленных в этих биотопах бактерий проявила дрожжелитическую активность (табл. 1).

Таксономический состав штаммов, составляющих коллекцию и количество активных среди них, представлены в (табл. 2).

Таблица 1

Дрожжелитическая активность бактерий, выделенных из разных субстратов исследуемых биогеоценозов и зоомикробных комплексов

Таблица 2 Дрожжелитическая активность бактерий разных родовых таксонов